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但幸运的是，目前人们已掌握了化学合成紫杉醇的技术。
由于癌细胞分裂速度较快，几乎所有可以干扰微管与纺锤体形成的物质都是潜在的癌症治疗药物。
成纤维细胞是微管功能研究的首选细胞，存在于关节、韧带、肌腱等结缔组织中。
人工培养的成纤维细胞呈长而扁平的形状，可在培养皿表面移动，具有宽的前缘与窄的后缘（如图3c所示）。
与之相反，人工培养的上皮细胞仍保持着扁平与多边形的形状特点（如图3b所示）。
在所有人工培养的细胞中，细胞质微管从靠近细胞核的中心体处向外辐射。
中心体作为微管的组织中心，可以控制微管的量与分布情况。
中心体由中心粒构成，这些中心粒与鞭毛或纤毛基部的基底体具有相同的结构。
中心粒以成对的形式出现，彼此呈直角。
在细胞分裂早期，它们将分离并迁移至细胞的两端，进而组织搭建形成有丝分裂纺锤体的微管。
体外细胞培养是一个相对简短的技术步骤，包括在培养瓶中培养细胞、为细胞提供合适的环境（37℃的培养箱）以及将培养瓶放置于显微镜载物台上以便进行活细胞功能观察等。
由于活细胞基本呈透明状，如果缺乏相差显微镜等光学设备的帮助，我们将很难看到细胞中的诸多细节。
通过相差显微系统，细胞成分中折射特性的微小差异便可以转化为亮与暗的区域。
因为这一重大进展，弗里茨·泽尼克（FritsZernicke）于1953年获得了诺贝尔奖。
如今，通过将目的基因与绿色荧光蛋白（GFP，专有名称为水母光蛋白）相结合的方式，几乎所有蛋白均可被“标记”
上荧光（当被紫外光照射时便可发光）。
GFP最初从一个“夜光”
水母中提取获得，通过改变其氨基酸序列，荧光性质也随之发生改变，呈现出蓝色、橙色、黄色与红色荧光，这样便可以在同一个活细胞中同时追踪几种不同的蛋白信号。
除此之外，低光照相机也可以在一个细胞中捕获到几个分子的信号，同时还具有激光照射、计算机成像与分析功能，并可以对活细胞进行观察。
这些新兴的技术为研究者们提供了几年前无法想象的海量信息。
如今，我们可以在光学显微镜下观察特定的活细胞，然后在毫秒内将其“快速冻结”
，并进一步利用电子显微镜观察。
一种被称为量子点的微探针既可发出荧光（可以用于光学显微镜），又具有电子致密的特点（可以用于电子显微镜），因此，利用微探针便可以对同一个分子进行标记，进而通过光学显微镜与电子显微镜两种技术进行观察。
利用相差显微镜对大多数活细胞进行初步观察，可能会让一些外行人大失所望，因为在镜下看起来似乎没有什么特别的事情发生。
单细胞生命体可以在鞭毛或纤毛的驱动下四处游动，而阿米巴原虫也可以缓慢爬行。
对于培养中的细胞，科普节目中所展示的细胞活动视频必然是通过间歇性拍摄法得到的，即以几秒钟的时间间隔拍摄出单幅图像，然后再进行加速播放。
原本细胞将花费一小时时间进行分裂，而在拍摄时，我们每隔10秒才拍摄一张图片，最后再以每秒25帧的方式播放图像，这可以将整个细胞分裂的过程压缩到10秒以内，使图像看起来更加动态。
大约在20世纪70年代中期，人们通过缩时定格显微镜观察到了看似不同寻常的细胞内运动。
除了细胞质连续且随机的布朗运动外，细胞内还存在一种明显的停止运动模式，即一个粒子在细胞中突然移动了几微米，并时常在停止与运动之间切换。
令人惊奇的是，这种“跳跃式”
运动往往沿直线产生，就像在轨道上一样。
在冷刺激或秋水仙碱（可以破坏微管）处理后，跳跃运动将受到干扰；而经过紫杉醇（可以稳定微管）处理后，跳跃运动则不受干扰。
很显然，这说明完整的微管就像导轨一样，介导了细胞内囊泡的运输。
直到20世纪90年代中期，人们才发现物质是如何沿着微管运动的，同时鉴定出负责运输的马达蛋白——驱动蛋白。
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